一种鲜地黄多糖及其制备方法和应用

1.本发明涉及天然药物和天然药物提取技术领域，特别涉及一种鲜地黄多糖及其制备方法和应用。


背景技术：

2.多糖是普遍存在于中药中的一类化学成分，几乎所有的植物类中药都包含此类成分，是中药发挥药效作用的重要物质基础，具有降血脂、降糖、抗肿瘤、增强免疫功能等作用。近年来，随着科学研究的进一步加深，逐步认识到多糖类成分所具有的独特药理活性，中药多糖已经成为现代医学和食品功能化学共同关注的焦点。较多的研究表明，中药多糖普遍对免疫功能具有较好的作用，多数疾病的发生过中常伴随有免疫功能的变化和炎症反应。巨噬细胞作为免疫系统的重要效应细胞，被认为是多种免疫调节和抗炎药物的靶细胞，具有分泌多种细胞因子、激活免疫反应和参与炎症级联反应等作用。中药在治疗疾病中往往通过调节机体免疫过程，发挥抗炎作用，减少机体损伤，从而干预疾病的发生和发展。
3.地黄为玄参科植物地黄rehmannia glutinosa libosch.的新鲜块根或干燥块根。鲜用，或将地黄缓缓烘焙至约八成干。始载于《神农本草经》，临床应用历史悠久，主要分为鲜地黄、生地黄和熟地黄，均有“补益”的作用，鲜品入药习称“鲜地黄”。鲜地黄，味甘，苦，性寒，归心、肝、肾经，具有清热生津，凉血，止血功效；用于热病伤阴，舌绛烦渴，温毒发斑，吐血，衄血，咽喉肿痛。鲜地黄的清热凉血作用，如用于治疗高热急证和血热妄行等病症，优于干品，两者不能混用。地黄鲜药用历史悠久，古代本草医案记载“捣(绞)地黄汁饮之或涂之”的使用特点。现代研究表明，地黄中包含丰富的多糖类成分，是地黄发挥药效作用的重要活性成分。地黄多糖有提高机体免疫力，抗肿瘤，抗疲劳、抗焦虑等生物活性。鲜地黄汁中富含多糖类成分，但由于鲜地黄不易存放，对温度比较敏感，容易被氧化，因此临床应用和活性研究都较少，对于鲜地黄的免疫调节作用也尚不明确。


技术实现要素：

4.本发明的目的在于提供一种鲜地黄多糖及其制备方法和应用，本发明通过特定的提取方法，提取得到一种全新结构的鲜地黄多糖，该鲜地黄多糖具有免疫调节作用和抗炎作用。
5.为实现上述目的，本发明提供了如下技术方案：
6.本发明的技术方案之一：提供一种鲜地黄多糖，所述鲜地黄多糖中的单糖单元包括鼠李糖(rha)、阿拉伯糖(ara)、半乳糖(gal)和葡萄糖(glc)；所述鲜地黄多糖的分子量为17.1kda。
7.优选的，所述鼠李糖：阿拉伯糖：半乳糖：葡萄糖的摩尔比为25.1:26.2:28.7:20.0。
8.优选的，所述鲜地黄多糖的主链为
→
3,6)-β-d-galp-(1
→
6)-β-d-galp-(1
→
，支链为
→
5)-α-l-araf-(1
→
2,5)-α-l-araf-(1
→
的阿拉伯糖链，并通过
→
3,6)-β-d-galp-(1
→
的o-3连接在主链上；
9.所述鲜地黄多糖中糖苷键
→
6)-β-d-galp-(1
→
的异头碳与
→
6)-β-d-galp-(1
→
的h6链接；糖苷键
→
3,6)-β-d-galp-(1
→
的异头碳与
→
6)-β-d-galp-(1
→
的h6链接；
→
5)-α-l-araf-(1
→
的异头氢与
→
2,5)-α-l-araf-(1
→
的c5链接；α-l-araf-(1
→
的异头氢与
→
2,5)-α-l-araf-(1
→
的c2链接；
→
2,5)-α-l-araf-(1
→
的异头h1与
→
3,6)-β-d-galp-(1
→
的c3链接。
10.本发明技术方案之二：提供一种上述鲜地黄多糖的制备方法，包括以下步骤：
11.(1)利用复合酶酶解鲜地黄，酶解液醇沉淀，得到鲜地黄总多糖；
12.(2)利用sevag法去除步骤(1)所得鲜地黄总多糖中的蛋白，获得鲜地黄粗多糖溶液；
13.(3)将步骤(3)所得鲜地黄粗多糖溶液经过离子交换色谱柱分离；再经过凝胶柱串联色谱分离，制得鲜地黄多糖。
14.优选的，步骤(1)中所述复合酶由果胶酶和木瓜蛋白酶按质量比1:1复合得到；所述复合酶与鲜地黄的质量比为0.15:100；所述酶解液与鲜地黄的体积比为(5～10):1。
15.优选的，步骤(1)中所述酶解的具体操作为加入复合酶后调节ph值至4～5，在50℃下酶解1h，再于50℃下超声1h，超声功率为80w。
16.优选的，步骤(1)中所述醇沉淀为将所述酶解液的醇浓度调整为90％。
17.优选的，步骤(2)中所述sevag法所用的萃取液为氯仿和正丁醇按体积比4:1配制的混合液。
18.更优选的，所述sevag法的萃取次数为3～5次。
19.优选的，步骤(3)中所述离子交换色谱柱分离的色谱条件为：
20.色谱柱：deae-sepharoseff柱；
21.流速：50ml/h；
22.洗脱程序：依次用水，0.2m nacl，0.5m nacl，2m nacl进行洗脱。
23.本发明利用苯酚硫酸法对其洗脱液吸光度值进行跟踪检测，根据检测结果确定洗脱的时间，本发明选用的鲜地黄多糖为利用0.2m nacl洗脱得到的洗脱液中含有的样品。
24.优选的，步骤(3)中所述凝胶柱串联色谱条件为：
25.色谱柱：凝胶superdex-200；
26.检测条件：lc-10a高效液相色谱仪，ri-502示差检测器；
27.流动相：0.05m nacl溶液，流速：0.6ml/min，柱温：40℃；
28.进样量：20μl。
29.本发明技术方案之三：提供一种上述鲜地黄多糖在制备免疫调节药物或抗炎药物中的应用。
30.本发明的有益技术效果如下：
31.本发明提供了一种新的鲜地黄多糖，并提供该鲜地黄多糖的制备方法。本发明提供的制备方法适合工业化生产，为鲜地黄多糖的质量控制及规范化生产提供方向。
32.本发明采用酶解提取鲜地黄多糖，离子交换柱层析和凝胶柱层析结合，纯化分离得到鲜地黄多糖，并采用高效凝胶过滤色谱法(hpgpc)测定其分子量，离子测谱仪分析单糖组成，红外光谱仪分析其糖苷键构型和官能团信息，甲基化后gc-ms分析其糖醇乙酰酯类型
并判定其单糖残基，并对其进行核磁图谱解析，确定糖苷键连接方式，获得一种新的鲜地黄多糖。
33.本发明提供的鲜地黄多糖，具有免疫调节和抗炎活性，为开发用于免疫调节及抗炎的潜在新药提供了方向。
附图说明
34.图1为实施例1中梯度洗脱的洗脱液的吸光度绘制的散点图。
35.图2为实施例1中一次纯化鲜地黄多糖通过葡聚糖凝胶superdex-200柱后示差检测器测定的结果。
36.图3为实施例1制备的鲜地黄多糖的hpgpc图谱。
37.图4为实施例1制备的鲜地黄多糖的红外光谱图。
38.图5为实施例1制备的鲜地黄多糖的hh-cosy图谱。
39.图6为实施例1制备的鲜地黄多糖的hsqc图谱。
40.图7为实施例1制备的鲜地黄多糖的hmbc图谱。
41.图8为实施例1制备的鲜地黄多糖的noesy图谱。
具体实施方式
42.现详细说明本发明的多种示例性实施方式，该详细说明不应认为是对本发明的限制，而应理解为是对本发明的某些方面、特性和实施方案的更详细的描述。应理解本发明中所述的术语仅仅是为描述特别的实施方式，并非用于限制本发明。
43.另外，对于本发明中的数值范围，应理解为还具体公开了该范围的上限和下限之间的每个中间值。在任何陈述值或陈述范围内的中间值以及任何其他陈述值或在所述范围内的中间值之间的每个较小的范围也包括在本发明内。这些较小范围的上限和下限可独立地包括或排除在范围内。
44.除非另有说明，否则本文使用的所有技术和科学术语具有本发明所述领域的常规技术人员通常理解的相同含义。虽然本发明仅描述了优选的方法和材料，但是在本发明的实施或测试中也可以使用与本文所述相似或等同的任何方法和材料。
45.关于本文中所使用的“包含”、“包括”、“具有”、“含有”等等，均为开放性的用语，即意指包含但不限于。
46.本发明实施例所用鲜地黄选自河南焦作的怀地黄新鲜块根。
47.实施例1
48.鲜地黄多糖的制备：
49.将鲜地黄500g切碎，加入5倍体积的蒸馏水，再加入果胶酶和木瓜蛋白酶(质量比1:1)共75g，调节ph值至4.5，搅拌均匀，恒温50℃酶解1h，而后将鲜地黄酶解溶液转移置超声波提取机中，超声时间1h，温度50℃、功率80w提取，得提取液约2.5l，提取液过滤，旋转薄膜蒸仪浓缩，得流浸膏，使用100ml蒸馏水分散溶解流浸膏，加入95％工业乙醇至醇浓度达到90％，静置24h，离心，得沉淀，挥干乙醇，得鲜地黄总多糖。
50.将获得的鲜地黄总多糖，加入5倍体积蒸馏水，按sevag法，加入1/5溶液量的氯仿-正丁醇(4:1)混合液萃取，置摇床震摇20min，转移至分液漏斗中，静置，取上层液体，离心
1min除去残余蛋白质沉淀。重复3次，得到除蛋白后的鲜地黄粗多糖溶液，减压浓缩干燥，得鲜地黄粗多糖约40g。
51.将所得鲜地黄粗多糖上柱(deae-sepharose ff柱)，并与流分收集器和蠕动泵相连。依次用蒸馏水，0.2m nacl，0.5m nacl，2m nacl进行洗脱，对所得洗脱液实时用苯酚-硫酸法测定在490nm处的吸光度值，各洗脱液洗脱至490nm处吸光度值降至最低后更换下一种洗脱液，测定结果绘制散点图(见图1)。收集0.2m nacl部分的洗脱液，浓缩，用3500da透析袋透析，冷冻干燥，得到一次纯化鲜地黄多糖，约10.8g。
52.取一次纯化鲜地黄多糖100mg，加蒸馏水3ml溶解，离心机离心(12000rpm)10min，上清液通过葡聚糖凝胶superdex-200柱进一步分离纯化，结合示差检测器在线检测，检测条件为：lc-10a高效液相色谱仪，ri-502示差检测器；流动相：0.05m nacl溶液，流速：0.6ml/min，柱温：40℃；进样量：20μl，检测结果见图2，收集第三个特征峰的组分(本次实验为收集130～160min对称峰组分)，收集的溶液通过旋转蒸发仪进行浓缩，冷冻干燥，得到鲜地黄多糖，约15mg。
53.实施例2
54.对实施例1制得的鲜地黄多糖进行结构验证：
55.(1)hpgpc测定实施例1中鲜地黄多糖的分子量(见图3)
56.利用岛津lc-10a高效液相色谱仪，ri-502示差检测器，串联凝胶色谱柱(8
×
300mm)测定；流动相为0.05m nacl溶液，流速：0.6ml/min，柱温：40℃；进样量：20μl。以不同分子量葡聚糖标准品建立回归曲线，计算分子量。葡聚糖标准品(分子量1152、5000、11600、23800、48600、80900、148000、273000)分别用流动相临用前配制成浓度5mg/ml溶液，以分子量的lg值为横坐标，以保留时间rt为纵坐标作标准曲线，lgmp-rt校正曲线方程为：y＝-0.1933x 12.336(r2＝0.9968)；lgmw-rt校正曲线方程为：y＝-0.2064x 13.013，(r2＝0.9971)；lgmn-rt校正曲线方程为：y＝-0.178x 13.033，(r2＝0.9969)；鲜地黄多糖，由标准曲线回归方程计算鲜地黄多糖的分子量，测定结果为17.1kda。
57.(2)离子色谱仪测定实施例1中鲜地黄多糖的各单糖的含量
58.分别取4mg多糖样品，加入1ml的2m三氟乙酸溶液(tfa)，用氮气密封混合物，120℃水解3h。精密吸取200μl酸水解液于1.5mlep管中，用氮气吹干。向ep管中加入1ml蒸馏水，并涡旋溶解。上清液以12000rpm离心5min，用离子色谱仪(ics5000)进行检测分析。色谱条件为：dionexcarbopactm pa20色谱柱(3
×
150mm)，柱温30℃，进样量5μl，流速：0.3ml/min，流动相：a:h2o；b:250mm naohc:50mm naoh&500mm naoac，检测器：电化学检测器。以鼠李糖、阿拉伯糖、半乳糖、葡萄糖、木糖、甘露糖、果糖、岩藻糖、盐酸氨基葡萄糖、n乙酰氨基葡萄糖、葡萄糖醛酸、半乳糖醛酸混合单糖标准品作为对照。得到鲜地黄多糖的单糖组成，结果见表1。
59.表1鲜地黄多糖的单糖组成
[0060][0061]
(3)甲基化反应确定单糖残基
[0062]
精确称取3mg纯化的多糖于玻璃反应瓶中，加入1ml无水dmso，迅速加入naoh粉末，氮吹仪加入n2封闭，超声溶解，再加入1ml碘甲烷(ch3i)，在磁力搅拌30℃水浴使反应进行
60min，加入2ml超纯水终止甲基化反应。甲基化产物加入2mol/ltfa1ml水解1.5h，旋转蒸发仪减压浓缩。水解物还原后，残渣加入2ml双蒸水并用60mg硼氢化钠(nabh4)还原8h。再加入0.1ml冰醋酸中和，旋转蒸发仪浓缩，101℃烘箱干燥，然后加入乙酸酐，1ml100℃反应1h乙酰化，冷却。加入3ml甲苯，减压浓缩蒸干，重复5次，以除去多余的醋酐。乙酰化后的产物用3ml的ch2cl2溶解，用蒸馏水分液漏斗中萃取4次。除去上层蒸馏水层，ch2cl2用适量无水硫酸钠干燥，定容至10ml，用0.22μm微孔滤膜过滤，利用gc-ms进行测定分析，测定结果见表2。
[0063]
表2鲜地黄多糖甲基化糖醇乙酰酯gc-ms测定结果
[0064][0065][0066]
(3)实施例1制备的鲜地黄多糖的红外光谱图(见图4)
[0067]
从图4中可以看出，鲜地黄多糖吸收带在3600-3200cm-1
是-oh的伸缩振动吸收峰，这个区域的吸收峰是糖类的特征峰。3363cm-1
是o-h的伸缩振动吸收峰，是糖类的特征峰。在2933cm-1
有吸收峰，归属于c-h伸缩振动。在1650cm-1
吸收峰，归属于c＝o的伸缩振动。1421cm-1
处有一个吸收峰，归属于c-o伸缩振动。在1043cm-1
有吸收峰，属于o-h变角振动。
[0068]
(4)实施例1制备的鲜地黄多糖的核磁共振图谱，其中hh-cosy图谱见图5，hsqc图谱见图6，hmbc图谱见图7，noesy图谱见图8。
[0069]
从图5中可以观察到异头碳信号为δ104.69，图5中对应的异头氢信号是δ4.47，通过图6可以观察到，h1-2的信号为4.47/3.57；h2-3的信号为3.57/3.68；h3-4的信号3.68/4.05；h4-5的信号为4.05/3.87；h5-6a的信号为3.87/3.96；进一步可以推断出h1，h2，h3，h4，h5，h6a分别为δ4.47、3.57、3.68、4.05、3.87、3.96。对应的c1-c6为104.69、71.31、81.5、69.82、74.81、70.76；因此，该信号应归属于糖苷键
→
3,6)-galp-(1
→
。
[0070]
从图5中可以观察到异头碳信号为δ108.81，图5中对应的异头氢信号是δ5.12，通过图6可以观察到，h1-2的信号为5.12/4.04；h2-3的信号为4.04/3.87；h3-4的信号为3.87/4.01；h4-5a的信号为4.01/3.76；进一步可以推断出h1，h2，h3，h4，h5a分别为δ5.12、4.04、3.87、4.01、3.76。对应的c1-c5为108.81、82.62、77.97、85.22、62.64；因此，该信号应归属于糖苷键α-l-araf-(1
→
。
[0071]
从图5中可以观察到异头碳信号为δ108.8，图5中对应的异头氢信号是δ5.11，通过图6可以观察到，h1-2的信号为5.11/4.16；h2-3的信号为4.16/4.09；h3-4的信号4.09/3.93；h4-5a的信号为3.93/3.80；进一步可以推断出h1，h2，h3，h4，h5a分别为δ5.11、4.16、
4.09、3.93、3.80。对应的c1-c5为108.8、88.62、77.1、83.85、67.81；因此，该信号应归属于糖苷键
→
2,5)-α-l-araf-(1
→
。
[0072]
从图5中可以观察到δ108.8的异头碳信号，图5中对应的异头氢信号是δ5.01，通过图6可以观察到，h1-2的信号为5.01/4.05；h2-3的信号为4.05/3.88；h3-4的信号3.88/4.16；h4-5a的信号为4.16/3.80；进一步可以推断出h1，h2，h3，h4，h5a分别为δ5.01、4.05、3.88、4.16、3.80。对应的c1-c5为108.8、82.52、77.93、83.6、67.81；因此，该信号应归属于糖苷键
→
5)-α-l-araf-(1
→
。
[0073]
根据图7和图8中的核磁一维二维图谱，可以对多糖的糖苷键信号进行归属；
[0074]
糖苷键
→
6)-β-d-galp-(1
→
的异头碳与
→
6)-β-d-galp-(1
→
的h6有相关信号峰；表明存在
→
6)-β-d-galp-(1
→
6)-β-d-galp-(1
→
的链接方式。
[0075]
糖苷键
→
3,6)-β-d-galp-(1
→
的异头碳与
→
6)-β-d-galp-(1
→
的h6有相关信号峰；表明存在
→
3,6)-β-d-galp-(1
→
6)-β-d-galp-(1
→
的链接方式。
[0076]
→
5)-α-l-araf-(1
→
的异头氢与
→
2,5)-α-l-araf-(1
→
的c5有相关峰，表明存在
→
5)-α-l-araf-(1
→
2,5)-α-l-araf-(1
→
。
[0077]
α-l-araf-(1
→
的异头氢与
→
2,5)-α-l-araf-(1
→
的c2有相关峰，表明存在α-l-araf-(1
→
2,5)-α-l-araf-(1
→
。
[0078]
→
2,5)-α-l-araf-(1
→
的异头h1与
→
3,6)-β-d-galp-(1
→
的c3有相关信号峰；表明存在
→
2,5)-α-l-araf-(1
→
3,6)-β-d-galp-(1
→
的链接方式。
[0079]
综上所述，实施例1制备的鲜地黄多糖的主链为
→
3,6)-β-d-galp-(1
→
6)-β-d-galp-(1
→
，而支链为
→
5)-α-l-araf-(1
→
2,5)-α-l-araf-(1
→
的阿拉伯糖链，并通过
→
3,6)-β-d-galp-(1
→
的o-3连接在主链上。
[0080]
根据图5-8中的信息，对所有糖苷键信号进行归属，结果见表3。
[0081]
表3鲜地黄多糖的碳、氢信号归属
[0082][0083]
实施例3
[0084]
对实施例1制备的鲜地黄多糖的药理活性测定
[0085]
(1)仪器与材料
[0086]
二氧化碳培养箱(美国thermo公司)；5920r高速离心机(德国eppendrof公司)；epoch2酶标仪(美国biotek公司)；sw-cj-2f超净工作台(苏州净化工作台设备有限公司)。
[0087]
小鼠单核巨噬细胞raw264.7购自中科院上海细胞库；mtt、lps购自sigma公司；青霉素、链霉素、胎牛血清(fbs)、dmem购自gibco公司；中性红染色液购自索莱宝公司；小鼠溶菌酶(lzm)、il-1β、il-6、tnf-α酶联免疫吸附测定试剂盒和no试剂盒均购自武汉伊莱瑞特生物科技股份有限公司。
[0088]
多糖为从实施例1制备的鲜地黄多糖。
[0089]
(2)实验方法
[0090]
鲜地黄多糖对正常raw264.7细胞生物学功能的影响
[0091]
安全剂量的筛选：含10％fbs和1％青-链霉素dmem培养基在培养箱中培养raw264.7细胞，取对数生长期细胞，以4
×
104个/ml细胞密度接种于96孔细胞培养板中，每孔加入200μl的细胞悬液。培养24h后，吸出培养液，更换不含fbs的培养基，设置对照组和鲜地黄多糖系列浓度给药组：1，10，20，50，100μg/ml，6个复孔，继续培养24h。mtt法测定各组细胞的490nm处的吸光度值，计算细胞存活率。结果见表3。
[0092]
中性红吞噬实验：取对数生长期细胞，以4
×
104个/ml细胞密度接种于96孔细胞培养板中，每孔加入200μl的细胞悬液培养24h后。实验分组为空白对照组、阳性对照组(lps，1
μg/ml)和各浓度多糖给药组，按照2.2.1所述浓度。给药培养24h后，吸弃原培养液，用pbs冲洗1次，每孔中加入0.1％中性红溶液100μl，30min后，将中性红溶液完全吸出，用pbs洗1次。每孔加入200μl细胞裂解液(含50％乙醇，1％乙酸，49％水)提取中性红，酶标仪540nm处测溶液吸光度值。结果见表4。
[0093]
鲜地黄多糖对raw264.7细胞溶菌酶活性、细胞因子(il-1β、il-6、tnf-α)的影响：取浓度为4
×
104个/ml对数生长期的细胞悬液，接种于24孔板中，每孔加入1ml，培养箱中培养24h。之后实验分组为对照组、阳性对照组(lps，1μg/ml)、鲜地黄多糖组浓度为1，20，50μg/ml，4复孔，继续处理24h后。收集各组培养液，离心机离心10min(12000r/min)去除沉淀物，依据小鼠溶菌酶活性、细胞因子(il-1β、il-6、tnf-α)试剂盒说明书测定。结果见表5。
[0094]
鲜地黄多糖对lps刺激的raw264.7细胞生物学功能的影响：取浓度为4
×
104个/ml对数生长期的细胞悬液，接种于24孔板中，每孔加入1ml，培养箱中培养24h。之后实验分组为对照组、lps模型组(lps，1μg/ml)、1μg/mllps 各浓度鲜地黄多糖给药组(1，20，50μg/ml)，4复孔，继续处理24h后。收集各组培养液，离心机离心10min(12000r/min)去除沉淀物，依据小鼠溶菌酶活性、细胞因子(il-1β、il-6、tnf-α)试剂盒说明书测定。结果见表6。
[0095]
表4鲜地黄多糖的细胞增殖活性和吞噬活力
[0096][0097]
注：与control组对比，*p＜0.05，**p＜0.01
[0098]
从表4中可以看出与对照组相比，鲜地黄多糖组在1，20，50μg/ml的浓度范围内，细胞活力均没有显著改变(p＞0.05)，100μg/ml浓度时，细胞活性显著降低(p＜0.01)，表明高剂量对巨噬细胞有抑制作用；并且对中性红的吞噬作用，1～10μg/ml的浓度范围内显著升高(p＜0.05或0.01)，50～100μg/ml浓度时，吞噬能力显著降低(p＜0.05)，说明鲜地黄多糖在1～10μg/ml范围内对正常巨噬细胞具有促进吞噬异物的作用，50～100μg/ml范围内抑制。
[0099]
表5鲜地黄多糖对正常巨噬细胞分泌细胞因子和溶菌酶的影响
[0100][0101]
注：与control组对比，*p＜0.05，**p＜0.01
[0102]
表6鲜地黄多糖对lps刺激的巨噬细胞分泌细胞因子和溶菌酶的影响
[0103][0104]
注：与模型组相比，
#
p＜0.05，
##
p＜0.01
[0105]
从表5和表6中可以看出，与对照组相比，鲜地黄多糖在1～50μg/ml的浓度范围内，显著促进正常巨噬细胞溶菌酶活性(p＜0.01)；lps刺激后，巨噬细胞内溶菌酶含量急剧增强，鲜地黄多糖可显著降低溶菌酶(p＜0.01)；鲜地黄多糖在1μg/ml时对正常细胞分泌tnf-α无显著影响(p＞0.05)，20～50μg/ml时显著促进正常巨噬细胞分泌tnf-α(p＜0.05)；1～20μg/ml时对正常细胞分泌il-6无显著影响(p＞0.05)，50μg/ml时显著促进正常巨噬细胞分泌和il-6(p＜0.01)；1～50μg/ml时对正常巨噬细胞分泌il-1β无显著影响(p＞0.01)；当lps激活巨噬细胞分泌细胞因子tnf-α、il-6、il-1β时，鲜地黄多糖在1～50μg/ml的浓度范围内抑制了巨噬细胞分泌细胞因子(p＜0.05)。说明鲜地黄多糖有双向免疫调节作用，在炎症早期，提高巨噬细胞吞噬能力，促进溶菌酶和细胞因子的释放而增强机体的免疫能力，且具有一定的剂量依赖性，炎症环境下，改善炎性细胞内溶菌酶和细胞因子的过度释放。
[0106]
以上所述的实施例仅是对本发明的优选方式进行描述，并非对本发明的范围进行限定，在不脱离本发明设计精神的前提下，本领域普通技术人员对本发明的技术方案做出的各种变形和改进，均应落入本发明权利要求书确定的保护范围内。